L’industria avicola ha usato per decenni gli stessi farmaci anticoccidici per la prevenzione della coccidiosi. L’ultima molecola approvata in USA dalla FDA (Food and Drug Administration) risale al 1999 e attualmente non vi sono aziende farmaceutiche che ne ricercano o sviluppano di nuove. Inoltre, negli Stati Uniti gli ionofori sono considerati antibiotici e non possono essere usati per la produzione biologica o antibiotic-free.
L’allevamento avicolo senza uso di antibiotici ha avuto uno sviluppo notevole negli ultimi tempi, soprattutto in seguito ai timori del trasferimento di resistenze antimicrobiche dai prodotti avicoli all’uomo, alle pressioni dei gruppi animalisti, alle preferenze del consumatore e alle campagne di marketing. Ciò ha messo l’industria in una posizione difficile, perché la prevenzione della coccidiosi si può attuare solo usando anticoccidici di sintesi chimica e vaccini. A parte alcune eccezioni, come la nicarbazina in uso dal 1955, gli anticoccidici sintetici possono facilmente favorire lo sviluppo di resistenze e in questo caso il controllo della coccidiosi diviene problematico.
Controllare la coccidiosi è importante anche per prevenire l’enterite necrotica (EN), che è diventata particolarmente rilevante proprio nelle strutture antibiotic-free. Ciò potrebbe essere dovuto al fatto che la limitazione degli ionofori favorisce una maggiore resistenza verso i chimici. Il fatto di non potere usare del tutto gli antibiotici come forma di trattamento, anche quelli dotati di buona attività anticlostridica, favorisce l’insorgenza di enterite necrotica.
Negli ultimi anni è aumentato l’uso di vaccini, specialmente nella produzione antibiotic-free; i vaccini vivi sono efficaci, se ben somministrati, ma prevedono cicli ripetuti a livello intestinale per produrre immunità. Di conseguenza, nella produzione antibiotic-free, anche delle lievi lesioni intestinali, prodotte dal vaccino, se non sono curate con antibiotici ad attività anticlostridica, possono avere un ruolo nello sviluppo di enterite necrotica, con gravi conseguenze.
I test di sensibilità agli antibiotici (AST) sono stati sviluppati per predirne l’efficacia in campo. Sono molto utili se ben eseguiti e interpretati e rappresentano uno degli strumenti principali di controllo della coccidiosi a lungo termine.
Cos’è un AST?
Si tratta di un test di laboratorio in cui coccidi isolati da campioni di campo (solitamente da lettiera o feci) vengono testati in condizioni controllate per valutarne la sensibilità verso i vari prodotti anticoccidici e stabilirne quindi l’efficacia.
Perché sono importanti gli AST?
Per ottimizzare la selezione dei trattamenti profilattici in campo è fondamentale conoscere il profilo di resistenza dei parassiti presenti. AST è il miglior metodo attualmente disponibile per valutare e prevedere l’efficacia degli anticoccidici verso le Eimerie in allevamenti di polli di carne. È importante effettuare i test AST per rilevare precocemente la resistenza o la riduzione di sensibilità ancora prima che vi siano conseguenze negative nella produzione.
Gli AST sono usati anche per determinare l’efficacia di un farmaco anticoccidico nel corso della sua registrazione; sono utili per prevederne la validità anticoccidica verso le Eimerie locali, isolate da allevamenti commerciali, e anche per identificare variazioni di sensibilità nei confronti dei farmaci utilizzati.
Come si determina il test di sensibilità?
La sensibilità viene valutata in varie maniere: alcuni suggeriscono un confronto della differenza di peso tra i gruppi trattati e i controlli positivi e negativi, mentre altri propongono di valutare il numero di oocisti escrete, l’indice anticoccidico, il peso e l’indice di conversione. Dato che gli anticoccidici devono prevenire la coccidiosi, confrontare la percentuale delle riduzioni delle lesioni tra trattati, controlli negativi e positivi rappresenta il parametro di base per valutare le variazioni della sensibilità verso certe molecole. Pertanto, anche se il peso, la conversione e la mortalità vengono registrati per la loro rilevanza economica, qui useremo la percentuale delle lesioni come metodo per valutare la sensibilità degli isolati di coccidi in campo.
Raccolta e invio dei campioni
Prima di raccogliere i campioni è importante determinare quale anticoccidico usare e a quale percentuale somministrare nella dieta, in modo che il laboratorio si assicuri che tutti i farmaci anticoccidici siano disponibili prima del periodo di sospensione. È anche utile miscelare tutti i trattamenti in anticipo e condurre delle valutazioni per ciascun trattamento con anticoccidici prima di iniziare un test AST.
Un aspetto molto importante è la raccolta e l’invio del campione al laboratorio per preservare la vitalità delle oocisti presenti affinché il campione sia veramente rappresentativo delle Eimerie presenti in allevamento, indicando anche dove è stato prelevato. Poiché non è possibile o necessario campionare ogni struttura, bisogna prelevare almeno un certo numero di campioni (da 5 a 10). È possibile che il risultato di un allevamento sia simile a quello degli altri del medesimo complesso, se gli animali hanno ricevuto del mangime con lo stesso trattamento anticoccidico.
La lettiera o i campioni di feci dovrebbero essere raccolti da almeno 6 punti diversi, procedendo a zig zag nella struttura e partendo dalla zona pulcinaia. Se si raccoglie la lettiera, andrebbe prelevata solo la parte superficiale, circa un terzo, in quantità tale da riempire un contenitore da 4-5 litri; se si raccolgono le feci, devono essere almeno 24, fresche e devono essere sia cecali che intestinali. Per aumentare la probabilità di rilevare una quantità sufficiente di oocisti per l’inoculo del primo passaggio, i campioni andrebbero prelevati dai gruppi tra i 21 e i 28 giorni di età. I campioni vanno successivamente spediti al laboratorio che esegue il test di sensibilità, in un refrigeratore ben chiuso e mantenendo la temperatura idonea per evitare un eventuale surriscaldamento, ma senza eccedere, perché sia l’eccessivo caldo che il freddo potrebbero danneggiarne la sopravvivenza.
Breve descrizione del test – Inoculo
Appena ricevuta la lettiera o le feci, le si mescolano con il mangime e le si somministrano a polli senza coccidi, tenuti in gabbia, su pavimento a rete. Dal quarto al settimo giorno si raccolgono le feci per contarne le oocisti, che vengono pulite, sporulate e titolate (~105/mL). A questo punto si prepara l’inoculo per la prova di infezione sperimentale; esso va tenuto in condizioni di stoccaggio adeguate sino al giorno di infezione.
AST
Il primo giorno del test, i pulcini arrivano dall’incubatoio e vengono posti a caso in pen senza coccidi, con trucioli nuovi. Vengono poi alimentati con una dieta standard starter senza anticoccidici fino al dodicesimo giorno. Sono quindi suddivisi, in genere 8 per gabbia, e trattati con i mangimi oggetto di valutazione. Di solito si effettuano da 3 a 5 repliche per trattamento. I polli del controllo positivo e negativo ricevono mangime non medicato, mentre quelli trattati vengono alimentati con diete contenenti l’anticoccidico, alle concentrazioni previste per ciascun trattamento. Il quattordicesimo giorno tutti i pulcini, tranne i controlli negativi, sono infettati con l’inoculo su menzionato, derivante dalla lettiera o dalle feci, e titolato per avere circa 105 oocisti sporulate di Eimeria spp./mL miste. L’inoculo viene quindi somministrato per via orale con una siringa graduata; di solito contiene una miscela di Eimeria acervulina, E. maxima, e/o E. tenella. Inoltre, il quattordicesimo giorno tutti i polli sono pesati per ogni gabbia calcolando il peso medio per soggetto, che è considerato come peso iniziale per il test AST. Viene poi calcolata la quantità di mangime fornito a ciascuna gabbia per misurare l’indice di conversione a fine prova. Il ventesimo giorno tutti i pulcini di ogni gabbia sono pesati per ottenerne il peso medio; si pesa anche il mangime per calcolare l’indice di conversione per ogni trattamento. I polli sono quindi soppressi per prelevare il tratto intestinale e valutare la gravità delle lesioni indotte dall’infezione coccidica.
Interpretazione
Se le lesioni di qualsiasi tratto intestinale (alto, medio basso) sono diminuite di almeno il 50% o più, l’isolato viene considerato sensibile alla molecola testata; se la diminuzione si attesta tra il 49% e il 30%, l’isolato viene considerato con un valore intermedio di sensibilità alla molecola, mentre se è inferiore al 29% viene valutato come resistente.
Altre considerazioni
Anche se il test AST dura solamente 20 giorni, bisogna raccogliere e trattare il campione da inoculare, come pure vanno preparate le miscele di mangime e approntata la raccolta dei dati; comunque non è facile avere una risposta entro 6-8 settimane. Idealmente andrebbe fatta una prova di titolazione preliminare con gli isolati per trovare la dose che produca abbastanza lesioni e calo della crescita senza mortalità. Il beneficio che deriva da un test AST è avere dei risultati utili almeno una volta l’anno. Nel tempo, una valutazione ragionevole di efficacia e resistenza può fornire elementi per attuare un valido programma anticoccidico, in cui la chemioterapia sia il mezzo principale di controllo. Sarebbe bene usare sempre lo stesso allevamento per essere certi che i campioni siano ben raccolti e conservati, senza stress termici e velocemente, al fine di garantire la sopravvivenza delle oocisti. Ripetere il test è sempre problematico, perché la concentrazione iniziale di oocisti può variare nel tempo e dare false valutazioni di sensibilità. Per ottenere risultati affidabili vanno completate tutte le indicazioni del verbale annotando anche le molecole anticoccidiche usate in passato.
Conclusioni
Dato che oggi aumenta il numero di polli allevati senza l’uso di antibiotici ionofori, ci si deve affidare sempre più alle sole molecole chimiche e, in tale contesto, i test AST possono essere utili per approntare un buon programma di prevenzione e controllo della coccidiosi. Mantenere l’efficacia degli anticoccidici per prevenire la coccidiosi è importante anche per ridurre l’incidenza di enterite necrotica, emersa come malattia proprio dopo la sospensione degli antibiotici e ionofori.
La bibliografia è disponibile su richiesta
Dagli Atti della 70ª Western Poultry Disease Conference – 2021
